Métodos não tradicionais para estimar e entender a fertilidade de touros - Parte 2
Por José Luiz Moraes Vasconcelos e Ricarda Maria dos Santos.
Artigo publicado anteriormente no site MilkPoint.
Este texto é a parte da palestra apresentada pelo Dr. Ky G. Pohler, da Texas A&M University, no XXII Curso Novos Enfoques na Produção e Reprodução de Bovinos, realizado em Uberlândia de 22 e 23 de março de 2018.
Características mensuráveis para o sucesso do touro
Descobertas recentes podem ser métodos úteis para avaliar a fertilidade de bovinos de corte. Gotas proximais em touros foram avaliadas durante um estudo de 4 anos com 755 touros (Schrick et al., não publicado). Os touros entre os 12 e os 16 meses de idade eram elegíveis para o estudo, juntamente com outras especificações estabelecidas pelas estações de teste. O efeito do aumento da circunferência escrotal foi analisado para a falha morfológica e para presença da gota proximal, indicando que os touros com aumento rápido tiveram uma maior chance de serem reprovados em um exame de fertilidade (Schrick et al., não publicado).
Pratt et al. (1991) também reportou que o aumento rápido da circunferência escrotal para touros com circunferências escrotais menores reduz a fertilidade. Acredita-se que touros com circunferências escrotais menores não podem manter as demandas fisiológicas para produção de espermatozoides enquanto continuam amadurecendo. A ênfase da seleção em touros com circunferências escrotais maiores continua a ser a mesma de 27 anos atrás (Pratt et al., 1991).
Contribuição do touro para a fertilização
Para a fertilização, os espermatozoides têm que nadar do local de deposição para a ampola do oviduto, durante este processo passam por capacitação para poder se ligar à zona pelúcida e fertilizar com sucesso o oócito. O trato reprodutivo feminino é a primeira barreira física ao transporte de espermatozoides, e a boa concentração e motilidade dos espermatozoides são cruciais para o transporte eficiente dos espermatozoides. Na monta natural, o número de espermatozoides depositados no trato feminino é geralmente muito acima do necessário, portanto, a concentração não é um problema. No caso do sêmen congelado, as centrais de inseminação vendem palhetas que contêm um número de espermatozoides previsto para fornecer uma ótima probabilidade de fertilização, com base em dados históricos para touros em geral, e dados específicos de qualidade de sêmen e fertilidade para touros individuais (DeJarnette e Amann, 2010). Assim, o número insuficiente de espermatozoides que atinge o oócito não é uma das principais causas de falha reprodutiva.
O trato reprodutivo feminino interage com os espermatozoides, a fim de facilitar o transporte para o local de fertilização, ao mesmo tempo em que seleciona o melhor espermatozoide para fertilização e impede a entrada de patógenos no trato. Pesquisas recentes foram feitas para entender a comunicação entre o esperma e o epitélio e o efeito disso na competência e no sucesso da fertilização (Suarez, 2016). Estudos em camundongos mostraram que a motilidade sozinha não permite que o espermatozoide passe através da junção uterotubarica, e a presença de certas proteínas na membrana plasmática do espermatozoide de alguma forma interage com o epitélio de revestimento da junção uterotubarica e pode ser necessária para a interação espermatozoide com o oócito (Okabe, 2015).
Quando o espermatozoide atinge o oviduto, liga-se ao epitélio, formando um reservatório de armazenamento até a ovulação. Este processo parece manter a viabilidade espermática, bem como prevenir a polispermia, permitindo que apenas alguns espermatozoides de cada vez cheguem até os oócitos (Pollard et al., 1991; Chian e Sirard, 1995). Em bovinos, a proteína ligadora do espermatozoide-1 (BSP-1) é a proteína mais abundante no plasma seminal bovino, e tem demonstrado prolongar a viabilidade espermática ao agir para estabilizar a membrana plasmática durante esse período de armazenamento (Greube et al., 2001).
Durante o processo de capacitação espermática, mudanças específicas precisam acontecer para promover o descolamento do espermatozoide do epitélio do oviduto para se encontrar e se ligar ao oócito. Essas modificações não estão bem estabelecidas, mas podem estar relacionadas com a modificação de proteínas da superfície espermática que poderiam reduzir a afinidade de ligação com receptores do oviduto ou com a hiperativação de espermatozoides, que poderia fornecer a força necessária para o espermatozoide se afastar do epitélio do oviduto (Suarez, 2016).
O espermatozoide de touro capacitado mostrou reduzida afinidade de ligação com epitélio do oviduto (Lefebvre e Suarez 1996), o que pode ser atribuído à perda ou modificação das proteínas BSP na superfície do espermatozoide. Em resumo, nenhum fator isolado, derivado do sexo masculino ou feminino, provavelmente determina o sucesso ou o fracasso final dos espermatozoides para alcançar a fertilização, mas, na verdade, é óbvio que vários fatores têm um papel nesse processo.
Contribuição do touro na fase inicial da gestação
Está bem estabelecido que tanto o oócito quanto o espermatozoide contribuem para o genoma embrionário. Vários estudos mostraram que os defeitos do DNA paterno impactam negativamente a qualidade do embrião (Virro et al., 2004; Benchaib et al., 2007; Simon e Lewis, 2011). A má qualidade espermática pode atrasar a formação do pro-núcleo masculino e, portanto, o desenvolvimento embrionário, devido à redução da integridade do DNA. No entanto, há muito debate na literatura sobre a extensão dos controles materno e paterno dos estágios iniciais do desenvolvimento embrionário. Em humanos, foi demonstrado que a cromatina danificada dos espermatozoides influencia todos os estágios de desenvolvimento embrionário, no entanto, o efeito é mais proeminente após a ativação do genoma embrionário (Simon e Lewis, 2011).
Outros estudos demonstram que anormalidades irreparáveis no genoma paterno afetam o desenvolvimento do blastocisto, mesmo quando a injeção intracitoplasmática de espermatozoides é usada para fertilizar oócitos (Jones et al., 1998). Portanto, avaliar a integridade da cromatina e do DNA, juntamente com outros testes de qualidade do sêmen, pode ser uma abordagem válida para identificar e diagnosticar a fertilidade masculina normal. A avaliação da estrutura da cromatina espermática (SCSA) é uma técnica para medir a porcentagem de espermatozoides com alta suscetibilidade a desnaturação de DNA induzida por baixo pH e é expressa como o índice de fragmentação de DNA (Virro et al., 2004). Em bovinos, os dados de SCSA foram significativamente correlacionados com os dados de fertilidade de touros a campo (Ballachey et al., 1987) e a fertilidade de touros medida por desempenho heterospérmico (Ballachey et al., 1988).
A criopreservação e a inseminação artificial têm sido um grande avanço na pecuária, entretanto, o processo de resfriamento, congelamento e descongelamento pode danificar as estruturas da membrana espermática e, consequentemente, reduzir a qualidade do sêmen quando comparado ao sêmen fresco. A composição do diluente usada durante o processo de preservação do sêmen também pode alterar a qualidade da cromatina do espermatozoide (Karabinus et al., 1991). O efeito do dano do DNA do espermatozoide na reprodução bovina não foi bem documentado como nas tecnologias de reprodução humana assistida, mas espera-se que seja similar. A integridade do DNA do espermatozoide é uma característica não compensável, ou seja, não pode ser compensada pelo aumento da concentração da dose inseminante. Portanto, pesquisas adicionais para desenvolver métodos para reduzir o risco de danos no DNA durante a preservação do sêmen, bem como identificar touros com alta incidência de doenças genéticas, podem ajudar a melhorar a fertilidade do macho.
Contribuição do touro na fase final da gestação
Achava-se que o impacto de espermatozoides de baixa qualidade restringia-se à perda precoce da gestação e a maior parte da falha reprodutiva subsequente era atribuída a um defeito feminino, fatores ambientais ou defeitos letais do próprio embrião. No entanto, muitos estudos de fertilidade de campo mostraram diferenças entre a capacidade dos touros de gerar gestações bem-sucedidas que chegam a termo e produzem a uma prole viva (Markusfeld-Nir, 1997; López-Gatius et al., 2002; Pegorer et al., 2007; Franco et al., No prelo).
Com base na influência significativa que o macho desempenha no desenvolvimento placentário, avaliar as relações entre o pai e a perda de gestação pode fornecer informações valiosas sobre a fertilidade masculina. Em embriões derivados apenas da genética materna, o embrião propriamente dito (ou seja, corpo, órgãos, etc.) se desenvolve, mas o desenvolvimento placentário é dramaticamente limitado, resultando na morte do embrião. Alternativamente, os embriões derivados apenas da genética paterna ou masculina resultam em ausência de desenvolvimento de tecido embrionário, mas em uma placenta robusta (Surani et al., 1987b, a).
Conclusão
A previsão da fertilidade masculina é um esforço constante na indústria de carne e leite em todo o mundo. O desenvolvimento de técnicas in vitro para prever com precisão a fertilidade a campo teria um grande impacto no aumento da eficiência reprodutiva geral. Nesta revisão, foi apontado aspectos importantes a serem considerados na avaliação do efeito do pai no estabelecimento e manutenção da gestação.
É importante perceber que, mesmo quando os espermatozoides parecem possuir todas as características necessárias para uma fertilização bem-sucedida, a diferença relativa ainda existe, enfatizando a necessidade de um melhor entendimento das características moleculares e genéticas dos espermatozoides, bem como a forma como os espermatozoides interagem com o trato reprodutivo feminino após a inseminação. Outro ponto chave é que os touros têm uma contribuição significativa para a perda de gestação, que não deve ser ignorada quando se mede a fertilidade. Explorar essa relação pode ajudar a entender as causas da perda de gestação, bem como desenvolver ferramentas para identificar e selecionar touros de maior fertilidade.
Leia a parte 1 do artigo: Métodos não tradicionais para estimar e entender a fertilidade de touros
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Referências bibliográficas
Amann, R., and R. Hammerstedt. 1993. In vitro evaluation of sperm quality: an opinion. Journal of Andrology 14(6):397-406.
Ballachey, B., W. Hohenboken, and D. Evenson. 1987. Heterogeneity of sperm nuclear chromatin structure and its relationship to bull fertility. Biology of reproduction 36(4):915-925.
Ballachey, B. E., D. P. Evenson, and R. G. SAACKE. 1988. The sperm chromatin structure assay relationship with alternate tests of semen quality and heterospermic performance of bulls. Journal of andrology 9(2):109-115.
Barroso, G., C. Valdespin, E. Vega, R. Kershenovich, R. Avila, C. Avendaño, and S. Oehninger. 2009. Developmental sperm contributions: fertilization and beyond. Fertility and sterility 92(3):835-848.
Bellows, D., S. Ott, and R. Bellows. 2002. Review: Cost of Reproductive Diseases and Conditions in Cattle. The Professional Animal Scientist 18(1):26-32.
Benchaib, M., J. Lornage, C. Mazoyer, H. Lejeune, B. Salle, and J. F. Guerin. 2007. Sperm deoxyribonucleic acid fragmentation as a prognostic indicator of assisted reproductive technology outcome. Fertility and sterility 87(1):93-100.
Braundmeier, A., and D. Miller. 2001. Invited review: the search is on: finding accurate molecular markers of male fertility. Journal of dairy science 84(9):1915-1925.
Chian, R.-C., and M.-A. Sirard. 1995. Fertilizing ability of bovine spermatozoa cocultured with oviduct epithelial cells. Biology of reproduction 52(1):156-162.
DeJarnette, J., and R. Amann. 2010. Understanding estimates of AI sire fertility: From A to Z. In: 23rd technical conference on artificial insemination & reproduction, Milwaukee, WI.
DeJarnette, J., R. Saacke, J. Bame, and C. Vogler. 1992. Accessory sperm: their importance to fertility and embryo quality, and attempts to alter their numbers in artificially inseminated cattle. Journal of animal science 70(2):484-491.
Farrell, P., G. Presicce, C. Brockett, and R. Foote. 1998. Quantification of bull sperm characteristics measured by computer-assisted sperm analysis (CASA) and the relationship to fertility. Theriogenology 49(4):871-879.
Franco, G. A., R. F. Peres, C. F. G. Martins, S. T. Reese, J. L. Vasconcelos, and K. G. Pohler. in press. Sire contribution to pregnancy loss and pregnancy associated glycoproteins (PAGs) production in Nelore cows. Journal of Animal Science.
Greube, A., K. Müller, E. Töpfer-Petersen, A. Herrmann, and P. Müller. 2001. Influence of the bovine seminal plasma protein PDC-109 on the physical state of membranes. Biochemistry 40(28):8326-8334.
Hafez, E. S. E., and B. Hafez. 2013. Reproduction in farm animals. John Wiley & Sons.
Jones, G. M., A. O. Trounson, N. Lolatgis, and C. Wood. 1998. Factors affecting the success of human blastocyst development and pregnancy following in vitro fertilization and embryo transfer 1. Fertility and Sterility 70(6):1022-1029.
Karabinus, D., D. Evenson, and M. Kaproth. 1991. Effects of egg yolk-citrate and milk extenders on chromatin structure and viability of cryopreserved bull sperm. Journal of dairy science 74(11):3836-3848.
Larsson, B., and H. Rodrıguez-Martınez. 2000. Can we use in vitro fertilization tests to predict semen fertility? Animal Reproduction Science 60:327-336.
López-Gatius, F., P. Santolaria, J. Yaniz, J. Rutllant, and M. López-Béjar. 2002. Factors affecting pregnancy loss from gestation day 38 to 90 in lactating dairy cows from a single herd. Theriogenology 57(4):1251-1261.
Markusfeld-Nir, O. 1997. Epidemiology of bovine abortions in Israeli dairy herds. Preventive Veterinary Medicine 31(3-4):245-255.
Mercadante, P. M., K. M. Waters, V. R. G. Mercadante, G. C. Lamb, M. A. Elzo, S. E. Johnson, D. O. Rae, J. V. Yelich, and A. D. Ealy. 2013. Subspecies differences in early fetal development and plasma pregnancy-associated glycoprotein concentrations in cattle1. Journal of Animal Science 91(8):3693-3701. doi: 10.2527/jas.2012-6130.
Okabe, M. 2015. Mechanisms of fertilization elucidated by gene-manipulated animals. Asian journal of andrology 17(4):646.
Pegorer, M. F., J. L. M. Vasconcelos, L. A. Trinca, P. J. Hansen, and C. M. Barros. 2007. Influence of sire and sire breed (Gyr versus Holstein) on establishment of pregnancy and embryonic loss in lactating Holstein cows during summer heat stress. Theriogenology 67(4):692-697. doi: https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2006.09.042.
Pollard, J. W., C. Plante, W. Allan King, P. J. Hansen, K. J. Betteridge, and S. S. Suarez. 1991. Fertilizing capacity of bovine sperm may be maintained by binding to oviductal epithelial cells. Biology of reproduction 44(1):102-107.
Rodríguez-Martínez, H. 2003. Laboratory semen assessment and prediction of fertility: still utopia? Reproduction in Domestic Animals 38(4):312-318.
Saacke, R., J. Bame, D. Karabinus, J. Mulins, and S. Whitman. 1988. Transport of abnormal sperm in the artificially inseminated cow based upon accessory sperm in the zona pellucida. In: Proceedings of the 11th International Congress on Animal Reproduction and Artificial Insemination. p 292-294.
Saacke, R., J. Dalton, S. Nadir, R. Nebel, and J. Bame. 2000. Relationship of seminal traits and insemination time to fertilization rate and embryo quality. Animal reproduction science 60:663-677.
Saleh, R. A., A. Agarwal, E. A. Nada, M. H. El-Tonsy, R. K. Sharma, A. Meyer, D. R. Nelson, and A. J. Thomas. 2003. Negative effects of increased sperm DNA damage in relation to seminal oxidative stress in men with idiopathic and male factor infertility. Fertility and Sterility 79:1597-1605.
Salisbury, G. W., and N. L. Vandemark. 1961. Physiology of reproduction and artificial insemination of cattle. Physiology of reproduction and artificial insemination of cattle.
Selvaraju, S., S. Parthipan, L. Somashekar, A. P. Kolte, B. K. Binsila, A. Arangasamy, and J. P. Ravindra. 2017. Occurrence and functional significance of the transcriptome in bovine (Bos taurus) spermatozoa. Scientific Reports 7.
Simon, L., and S. E. Lewis. 2011. Sperm DNA damage or progressive motility: which one is the better predictor of fertilization in vitro? Systems biology in reproductive medicine 57(3):133-138.
Simon, L., K. Murphy, M. Shamsi, L. Liu, B. Emery, K. Aston, J. Hotaling, and D. Carrell. 2014. Paternal influence of sperm DNA integrity on early embryonic development. Human Reproduction 29(11):2402-2412.
Sreenan, J., and M. Diskin. 1986. The extent and timing of embryonic mortality in the cow, Embryonic mortality in farm animals. Springer. p. 1-11.
Starbuck, M. J., R. A. Dailey, and E. K. Inskeep. 2004. Factors affecting retention of early pregnancy in dairy cattle. Animal reproduction science 84(1):27-39.
Suarez, S. S. 2016. Mammalian sperm interactions with the female reproductive tract. Cell and tissue research 363(1):185-194.
Surani, M. A., S. C. Barton, and M. L. Norris. 1987a. Experimental reconstruction of mouse eggs and embryos: an analysis of mammalian development. Biol Reprod 36(1):1-16.
Surani, M. A., S. C. Barton, and M. L. Norris. 1987b. Influence of parental chromosomes on spatial specificity in androgenetic----parthenogenetic chimaeras in the mouse. Nature 326(6111):395-397. doi: 10.1038/326395a0.
Utt, M. D. 2016. Prediction of bull fertility. Animal Reproduction Science 169(Supplement C):37-44. doi: https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2015.12.011.
Virro, M. R., K. L. Larson-Cook, and D. P. Evenson. 2004. Sperm chromatin structure assay (SCSA®) parameters are related to fertilization, blastocyst development, and ongoing pregnancy in in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection cycles. Fertility and sterility 81(5):1289-1295.
Zhang, B., B. Larsson, N. Lundeheim, M. Haard, and H. Rodriguez-Martinez. 1999. Prediction of bull fertility by combined in vitro assessments of frozen-thawed semen from young dairy bulls entering an AI-programme. International journal of andrology 22(4):253-260.